<<
>>

Асептика

Предупреждение попадания микробов в рану осуществляет­ся путем организационных мероприятий, применения актив­ных обеззараживающих химических веществ и физических факторов.

В современной асептике сохранили свое значение два ос­новных ее принципа:

• все, что соприкасается с раной, должно быть стерильно:

• все хирургические больные должны быть разделены на два потока — «чистые и гнойные».

Основным отличием хирургических методов лечения от других является оперативное вмешательство во внутреннюю среду организма больного с нарушением целостности кожных покровов, что может сопровождаться в послеоперационном пе­риоде возникновением осложнений инфекционного характера вследствие попадания микроорганизмов в рану.

Источники и пути распространения инфекции в хирургии

Источник инфекции — это место обитания, развития и раз­множения микроорганизмов.

Выделяют экзогенные и эндогенные источники хирургиче­ской инфекции.

Экзогенной называется инфекция, которая попадает в рану из внешней среды. Основными ее источниками являются болъ-

Рис. 4.1. Экзогенное инфицирование

ные с гнойно-воспалительными заболеваниями, воздух с части­цами пыли, на которых оседают микроорганизмы, выделения из носоглотки и верхних дыхательных путей больных, посети­телей и медицинского персонала, раневое отделяемые из гной­ных ран, различные бытовые загрязнения.

При несоблюдении определенных правил профилактики, режима работы микробы могут проникать в рану больного сле­дующими путями: воздушно-капельным, контактным, имплан­тационным и инфузионным. Источники и пути экзогенной контаминации представлены на рис. 4.1.

Воздушно-капельный путь — попадание инфекции из окру­жающего воздуха, в котором находятся микроорганизмы (при разговоре, кашле, чихании), контактный — попадание инфек­ции при соприкосновении с раной инфицированных предме­тов, инструментов, перевязочного материала, операционного белья, рук хирурга; имплантационный — инфицирование при оставлении в ране на длительное время или постоянно тех или иных предметов (шовного материала, металлических конструк­ций, протезов, органов при трансплантации и др.), инфициро­ванных при выполнении операции или вследствие нарушения правил стерилизации; инфузионный — введение нестерильных растворов в полости организма внутривенно, внутримышечно, подкожно и внутриартериально.

Источником эндогенной инфекции являются хронические во­спалительные процессы в организме: тонзиллиты, заболевания кожи, кариес зубов, а также острые хирургические заболевания (аппендицит, холецистит и др.), микрофлора кишечника, дыха-

Рис. 4.2. Эндогенное инфицирование

тельных и мочевых путей. Возможные пути инфицирования при эндогенной инфекции — контактный, гематогенный, лим­фогенный и по протяженности (рис. 4.2).

Основной путь инфицирования ран в операционной — кон­тактный (около 90% случаев), лишь в 10% случаев инфицирова­ние происходит воздушным путем. Контактное инфицирование раны возможно при нарушении техники операции, когда в рану может попадать экссудат, гнойное или кишечное содер­жимое, содержимое из дыхательных путей и урогенитального тракта. Из очагов воспаления вне зоны оперативного вмешательства микроорганизмы могут быть занесены с лимфой (лим­фогенный) и током крови (гематогенный), а также инфекция может распространяться по протяженности, когда воспали­тельный очаг, возникнув в одном месте, быстро распространя­ется, захватывая все новые территории.

Профилактика воздушно-капельной инфекции. Установлено, что воздушно-капельная контаминация играет важную роль в развитии гнойных послеоперационных осложнений и что ко­личество микробов в операционных залах к концу рабочего дня значительно увеличивается, а в перевязочных обнаружива­ются даже патогенные формы микроорганизмов. Сопоставле­ние микрофлоры, выделенной из нагноившихся ран, после чис­тых операций, и микрофлоры, высеянной из воздуха операци­онных залов, подтверждает, что одной из причин развития инфекции ран является воздушно-пылевая и воздушно-капельная контаминация.

Для профилактики воздушной контаминации применяется комплекс мероприятий, включающих в себя следующие органи­зационные меры:

• планировка хирургических отделений;

• разделение потока больных;

• устройство и планировка операционного блока;

• система организации работы хирургического отделения и операционного блока.

Планировка хирургического отделения и операционного блока

Планировка хирургического отделения. Правильная органи­зация и оснащение хирургического отделения во многом опре­деляют успех лечения хирургических больных. Санитарные правила устройства, оборудования и эксплуатации лечебно-­профилактических организаций регламентированы постанов­лением № 71 «Об утверждении и введении в действие санитар­ных правил» (2002). В многопрофильных больницах обязатель­но учитываются особенности контингента больных. Выделяют специализированные отделения (кардиохирургическое, уроло­гическое, травматологическое, нейрохирургическое, проктологическое, септическое, общехирургическое И Т.Д.), что создает наиболее эффективные условия для работы. Хирургические от­деления располагаются на последних этажах больниц, палаты должны быть на 1, 2 и 4 койки. В стационаре площадь на одно­го больного должна быть не менее 7,5 м2. Кроме палат для больных должны быть соответствующие подразделения: пост для медицинской сестры, манипуляционные, процедурные, пе­ревязочные и другие кабинеты (заведующего отделением, стар­шей медицинской сестры, сестринская, ординаторская, столо­вая, санитарные комнаты). Разделение потока больных на «чи­стых» и «гнойных» — основной принцип асептики. Примене­ние самых современных способов профилактики инфекции бу­дет сведено на нет, если в одной палате будут находиться боль­ные после плановых оперативных вмешательств и больные с гнойно-воспалительными заболеваниями.

При наличии в больнице одного хирургического отделения выделяются палаты для гнойных больных, а перевязки у боль­ных с гнойно-воспалительными заболеваниями выполняются во вторую очередь. Если в больнице два и больше хирургиче­ских отделений, выделяют «чистые» и «гнойные» отделения, при этом последние располагаются на этажах выше, чтобы больные, госпитализированные в «гнойное» отделение, не кон­тактировали с больными «чистого» отделения.

В связи с необходимостью проведения многократной влаж­ной уборки помещений с применением антисептических средств полы в хирургических отделениях должны быть залив­ными, каменными, покрыты линолеумом или кафелем, стены — выложены плиткой или покрашены краской, мебель — металли­ческая или из пластмассы, легкая с простыми формами и по­верхностями, удобная для работы медицинского персонала и больных.

Все медицинские работники должны иметь сменную одежду и обувь. В перевязочной, процедурном кабинете, опера­ционной, в послеоперационных палатах и отделении реанима­ции обязательно надо носить медицинские шапочки. Меди­цинские сестры должны выполнять манипуляции у постели больного также в медицинских шапочках.

Планировка операционного блока. В состав операционного блока входят операционные залы и вспомогательные помеще­ния. Расположение, структура, планировка, оборудование, со­держание и работа в операционном блоке должны создавать наи­более благоприятные условия для удобства в работе хирургов, обеспечивать возможность для проведения эффективной убор­ки и предупреждения загрязнения. Кроме того, необходимо ис­ключить любые шумы, нагрев воздуха в операционной, чтобы избежать дискомфорта у оперирующих хирургов и больных.

Общие требования к современному операционному блоку и назначение вспомогательных помещений:

• помещения должны иметь достаточную площадь, хоро­шую освещенность, быть удобными для мытья и уборки;

• отопление и вентиляция должны обеспечивать оптималь­ные условия для работы персонала и здоровья больных;

• оборудование должно соответствовать современным тре­бованиям хирургии и анестезиологии и по возможности нахо­диться вне операционных залов;

• должно быть полное разделение между операционными для чистых и гнойных хирургических заболеваний.

Расположение и взаимосвязь помещений операционного блока, особенности работы персонала в них определяются прежде всего требованиями асептики. В связи с этим для обес­печения требований асептики в операционном блоке планиру­ются следующие помещения (рис. 4.3):

Рис. 4 3. Схема устройства операционного блока

• операционные (операционные залы, предоперационная, наркозные, палаты выведения больных из наркоза);

• производственные (заготовительная, стерилизационная, материальная, инструментальная, комната для хранения крови и кровезамещающих растворов).

Следует отметить, что в совре­менных операционных стерилизационные не предусмотрены, так как инструментарий, операционное белье и весь расход­ный материал поступает стерильным в результате заводской стерилизации или стерилизации в централизованном стерили­зационном отделении, вынесенном за пределы блока;

• хозяйственные (бельевые, душевые);

• для персонала (протокольные, кабинеты хирургов, опера­ционных сестер, анестезиологов, старшей операционной се­стры, заведующего операционным блоком, комната психологи­ческой разгрузки).

В зависимости от объема и специфики оказываемой хирур­гической помощи определяется предназначение операцион­ных. Выделяют операционные для плановых и экстренных опе­раций, чистых и гнойных, эндоскопических и микрохирургиче­ских оперативных вмешательств. Кроме того, в крупных хирур­гических клиниках, где оказывается многопрофильная хирур­гическая помощь, выделяют операционные для костных, вну­тригрудных и пластических операций, операционные для де­монстраций операций студентам и врачам. Таким образом, пла­нировка операционных блоков определяется количеством хи­рургических коек и объемом работы хирургического отделения.

К отделке помещений операционного блока предъявляют­ся следующие санитарно-гигиенические требования:

• стены операционных должны быть из водостойких строи­тельных материалов, без щелей;

• места соединения стен, пола и потолка в операционных должны быть закругленными, лучше всего облицованы плит­кой или окрашены краской в светлые тона (светло-зеленый, светло-оранжевый, светло-желтый). Эти цвета хорошо отража­ют свет, а светлый цвет облегчает контроль за уборкой и не уто­мляет глаза хирургов;

• потолки должны быть матовыми;

• полы в операционных и других специализированных по­мещениях должны быть покрыты водонепроницаемыми мате­риалами, легко моющимися и выдерживать частую обработку антисептическими средствами.

Современные операционные залы, где размещается один операционный стол, должны быть площадью не менее 36—48 м2.

В операционных клинических больниц, которые рассчитаны на демонстрацию операций врачам и студентам, площадь дол­жна быть не менее 60—70 м2, высота потолков — не ниже 3,5 м, при наличии системы кондиционирования воздуха допускает­ся высота 3 м. В операционных залах должно быть предусмот­рено хорошее освещение. Нормы естественного освещения операционной определяются как отношение площади окон к площади пола и должны быть не менее 1:3. Для искусствен­ного освещения используются панельные люминесцентные лампы 400 лк или плафоны с лампами накаливания 200 лк.

Освещенность операционного поля должна соответствовать сле­дующим требованиям:

• минимальное слепящее дей­ствие источника света и блесткости;

• равномерность освещения:

• отсутствие резких и глубоких теней;

• недопустимость перепадов освещения во время операции;

• приближение спектра излуче­ния искусственного источника к спектру естественного;

• отсутствие нагрева ламп;

• освещенность на поверхности операционного поля в пре­делах 3000—5000 лк;

• повышение температуры воздуха в зоне операционного стола на высоте 0,5 м от операционного поля не более 2—Ъ °С.

Освещение, отвечающее таким требованиям, обеспечивают бестеневые лампы, которые позволяют менять направление лу­чей света (рис. 4.4). Эти лампы почти не нагреваются. При необходимости добавочного освещения могут использоваться передвижные и переносные лампы. Однако лучшие условия для освещения операционного поля позволяют получить лам­пы с автономным освещением, фиксируемой на лобной части головы. Освещение дублируется аварийной сетью, действую­щей от аккумуляторов. Добиться хорошего освещения в глуби­не операционного поля с помощью бестеневой лампы даже при использовании дополнительного бокового освещения ча­сто невозможно. В современных операционных строят сфери­ческие потолки, которые представляют собой мощную освети­тельную систему — большое количество ламп с рефлекторами, отражающими лучи света под разными углами и направляю­щими их на операционный стол. Кроме того, в стенах операци­онной имеются системы бокового освещения.

Современные операционные оборудованы бестеневыми лампами с фото-, кино- и телеобъективами, что дает возмож­ность вести запись этапов операции (рис. 4.5).

Особенность микроклимата в операционных залах состоит в том, что во время операции повышаются температура возду­ха и влажность, происходит загрязнение воздуха наркотически­ми газами и микроорганизмами, скапливается статическое

Рис. 4.5. Современная операционная

электричество. Все это неблагоприятно сказывается на здоро­вье больных и медперсонала, увеличивает вероятность возникновения воздушно-капельной контаминации.

Температура в операционных залах должна быть в пределах 22—23 °С при нормальных показателях влажности 55—60%. Вентиляция по минимальным санитарным требованиям дол­жна быть принудительной приточно-вытяжной с преобладани­ем притока фильтрованного воздуха над вытяжкой его из опе­рационной. Наиболее эффективна в операционных вентиля­ция с линейным (ламинарным) потоком воздуха. Уже созданы операционные с горизонтальным потоком воздуха вокруг опе­рационного стола, в зоне которого обеспечивается 50-кратный обмен воздуха в час, благодаря чему достигается асептичность воздуха этой зоны (рис. 4.6).

Требования к санитарно-гигиеническому и противоэпиде­мическому режиму в операционном блоке, перевязочных, про­цедурных, манипуляционных, послеоперационных палатах и палатах отделений реанимации и интенсивной терапии утвер­ждены Главным государственным санитарным врачом Респу­блики Беларусь от 04.07.2005 (постановление № 88).

Выделяют четыре зоны стерильности в операционном блоке.

• Стерильная зона — операционные залы. Персонал опе­рирующей бригады может попасть в эту зону только через сан­пропускник и предоперационную. Границу стерильной зо­ны отмечают красной линией на полу. Переступать ее позво­лено только в операционном белье, бахилах и маске. Во вре­мя работы в операционную без необходимости входить запре­щается.

Рис. 4.6. Операционная с ламинарным потоком воздуха

• Зона строгого режима — предоперационная, моечная, нар­козная.

• Зона ограниченного режима — комната для хранения кро­ви, аппаратная, инструментальная, материальная, помещения для персонала, душевые.

• Зона общебольничного режима — помещения, вход в кото­рые не связан с прохождением через предыдущие зоны: каби­неты заведующего операционным блоком, старшей медсестры, комната для использованного белья и др.

В соответствии с указанным постановлением операционная входит в зону стерильного режима, в связи с чем врачи и сред­ний медицинский персонал проводят хирургические операции в стерильной одежде, средствах индивидуальной защиты. Ме­дицинский персонал должен выполнять следующее.

• Перед входом в операционный блок врачебный и средний медицинский персонал, участвующий в операции, принимает гигиенический душ (при необходимости), надевает чистый хи­рургический костюм, бахилы, стерильную шапочку и маску, проходит в предоперационную, где проводит гигиеническое мытье и хирургическую антисептику рук. Члены хирургиче­ской бригады надевают непромокаемый фартук. Стерильный хирургический халат и перчатки медицинский персонал наде­вает в операционной.

• В случае проведения операций с высоким риском повреж­дения сосудов, разбрызгивания биологических жидкостей обя­зательно использование средств индивидуальной защиты глаз (очки, защитные экраны).

• В случае проведения операций с высоким риском повреж­дения перчаток, следует одевать дополнительно вторые.

• Вход в операционный блок строго ограничен для всех, кто не занят в обеспечении работы.

• Студенты, врачи-слушатели, врачи-консультанты, не уча­ствующие в операции, перед входом в операционную надевают четырехслойную маску, убирают волосы под шапочку, надева­ют бахилы поверх сменной обуви и стерильный халат.

В этом же постановлении предусмотрены допустимые уров­ни бактериальной обсемененности воздушной среды помеще­ний хирургических отделений в зависимости от функциональ­ного назначения и класса чистоты (табл. 4.1).

Таблица 4.1. Санитарно-микробиологические показатели

Класс

чистоты

Наименование

помещений

Общее количество микроорганизмов в 1 м’ воздуха (КОЕ/м3) Количество колоний St. aureus в 1 m3 воздуха (КОЕ/м3) Количество плесневых и дрожжевых грибов в I м3 воздуха (КОЕ/м3)
до

начала

работы

ВО

время

работы

до

начала

работы

во

время

работы

до

качала

работы

во

время

работы

1 г 3 4 5 6 7 8
Сверхчис- Специальные Не бо- Не бо Не Не Не Не
тые — 1-й

класс

операционные для трансплан­тации органов и тканей, слож­ной ортопеди­ческой и сер­дечно-сосудис­той, онкологи­ческой хирур­гии; палаты реанимации и интенсивной терапии лее 10 лее 50 ДОЛЖНО

быть

должно

быть

ДОЛЖНО

быть

должно

быть

Особо чис- Остальные Не бо- Не бо- Не Не Не Не
тые - 2-й операционные; лее лее должно должно должно должно
класс асептические палаты для ожоговых больных; сте- 200 500 быть быть быть быть

1 2 3 4 5 6 7 8
Особо чис- рялизаиионная
тые — 2-й (чистая поло-
класс вина) в опера­ционном блоке
Чистые — Процедурные, Небо- Не бо- Не Не Не Не
3-й класс перевязочные; лее лее ДОЛЖНО должно ДОЛЖНО ДОЛЖНО
предоперацион­ные; палаты и залы реанима­ции и интен­сивной тера­пии 500 750 быть быть быть быть
Условно Палаты хирур- Не бо- Не бо- Не Не бо- Не Не
чистые — гических от- лее лее должно лее 2 должно ДОЛЖНО
4-й класс делений; кори­доры, примы­кающие к опе­рационным; смотровые, ординаторские, материальные, кладовые чис­того белья 750 1000 быть быть быть
Грязные — Коридоры и
5-й класс помещения администра­тивных зда­ний; лестнич­ные марши;
санитарные Не нормируется
комнаты, туа­леты, комнаты для грязного белья, времен­ного хранения отходов

Основным принципом работы операционного блока явля­ется строгое соблюдение правил асептики и антисептики. В связи с этим особое требование предъявляется к уборке по­мещений. В операционной производится только влажная убор­ка с использованием дезинфицирующих средств (1% раствор хлорамина Б, 3% раствор водорода пероксида с 0,5% раствором моющих средств, 0,2%раствор дезоксона, 1—2%раствор дихлора-1). В 2000 г. в Республике Беларусь разработаны и производятся дезинфектанты нового поколения для обработки любых объектов, во всех типах лечебно-профилактических учреждений. Это полидез, ультрацид спрей, комбинированный дезинфектант по­верхностей (КДП), дексоцид, бигуацид. Данными препаратами можно обрабатывать и обеззараживать полы, стены, мебель в операционных залах, палатах, процедурных и т.д.

Выделяют следующие виды уборки операционной.

• Предварительная уборка проводится перед началом рабо­ты: обрабатываются дезинфицирующими средствами все гори­зонтальные поверхности в операционной.

• Текущая уборка во время операции: подбираются случай­но упавшие на пол салфетки и шарики, вытирается загрязнен­ный кровью, экссудатом или гнойным содержимым пол.

• Уборка после окончания операции: обрабатывается дезин­фицирующими средствами стол, убираются все отработанные инструменты, чехлы на тазах для отработанного материала, что обеспечивает чистоту перед следующей операцией.

• Заключительная уборка в конце рабочего дня: моются полы, стены на высоту роста человека, все горизонтальные по­верхности. Операционная вентилируется, и на 2 ч включаются бактерицидные ультрафиолетовые лампы коротковолнового излучения.

• Генеральная уборка производится один раз в неделю, в день уборки операции не назначаются. Моются полы, стены, потолки, окна, оборудование. Обработке подвергается инстру­ментарий, наркозная аппаратура.

Операционные вентилируются и включаются бактерицид­ные лампы.

Бактерицидные лампы размещают над входом в операцион­ную и вдоль стен на высоте не менее 2 м от пола. Каждая лам­па создает вокруг стерильную зону диаметром 2—3 м. Этим до­стигается снижение уровня микробов в воздухе на 75—90%, а ве­роятности контаминации ран — в 3—3,5 раза.

В хирургических клиниках, где осуществляют транспланта­цию органов и тканей, выполняют операции на открытом серд­це, пластические операции, где пациенты получают иммуно­супрессивные препараты, а также лечатся ожоговые больные, создаются сверхчистые операционные и палаты с абакгериальной средой. В сверхчистых операционных постоянно через по­толок нагнетается стерильный воздух, прошедший через бакте­риальный фильтр. В полу вмонтировано устройство, забираю­щее воздух, таким образом ламинарное движение воздуха пре­пятствует вихревым потокам. В палатах с абактериальной средой имеются бактериальные фильтры, через которые в палату поступает стерильный воздух, поддерживаются температура от 22 до 25 °С и низкая влажность — до 50%.

Уборку в палатах хирургических отделений проводят не реже 3 раз в сутки влажным способом с использованием мою­щих средств, в том числе 1 раз с применением дезинфицирую­щих средств, разрешенных к использованию в присутствии больных. Дезинфицирующие средства дополнительно обяза­тельно используют при уборке после смены белья и в случае возникновения внутрибольничных инфекций. В палатах для больных с гнойно-септической инфекцией ежедневную уборку проводят с использованием дезинфектантов. Один раз в три дня в хирургическом отделении проводится влажная уборка стен, мебели.

Контроль за чистотой и соблюдением санитарно-эпидемио­логического режима работы в операционном блоке возложен на старшую операционную сестру. Бактериологической лаборато­рией санитарных эпидемиологических станций проводится контроль чистоты воздуха в операционных, качества стерильно­сти инструментов и операционного белья не реже 2 раз в год.

Микробиологический самоконтроль проводится под руко­водством старшей операционной сестры ежемесячно в бакте­риологических лабораториях лечебного учреждения.

Персонал хирургических отделений и операционного блока один раз в три месяца обследуется на бактерионосительство па­тогенного стафилококка, для чего берется посев из носоглотки сотрудниками санитарно-эпидемиологической станции. При обнаружении патогенной микрофлоры проводится санация ротоносоглотки.

Профилактика контактной инфекции

Профилактика контактной инфекции состоит в проведе­нии ряда мероприятий, которые регламентированы приказом Министерства здравоохранения Республики Беларусь № 165 «О проведении дезинфекции и стерилизации учреждениями здравоохранения» (2002), приложением № 2 «Основные требо­вания по организации и осуществлению контроля за соблюде­нием режимов дезинфекции и стерилизации в лечебно-профи­лактических учреждениях» и постановлением № 272 «Органи­зация централизованных стерилизационных отделений в орга­низациях здравоохранения» (2006), а также в осуществлении главного принципа асептики, заключающегося в стерилизации и обеззараживании всего, что соприкасается с раной: хирурги­ческих инструментов, операционного белья и перевязочного материала, обработки рук хирургов, подготовки операционно­го поля.

Централизованное стерилизационное отделение (ЦСО) явля­ется структурным подразделением лечебно-профилактических организаций.

Задачи ЦСО:

• обеспечение лечебно-профилактических организаций сте­рильными изделиями медицинского назначения, аппаратами и приборами, перчатками, используемыми во время операции;

• внедрение в практику современных методов предстерили­зационной очистки и стерилизации;

• прием и временное хранение использованных в отделе­ниях изделий медицинского назначения, подготовленных к стерилизации;

• химическая очистка изделий медицинского назначения из нержавеющей стали;

• предстерилизационная очистка подлежащих стерилиза­ции изделий медицинского назначения;

• стерилизация изделий медицинского назначения;

• организация и обеспечение самоконтроля качества прово­димых предстерилизационной очистки и стерилизации, реги­страция и учет его результатов;

• выдача стерильных изделий, ведение документации по их учету.

Стерилизация (от лат. sterilis — бесплодный) — полное осво­бождение предметов от микроорганизмов путем воздействия на них физическими или химическими факторами.

Дезинфекция (от лат. des — приставка, означающая удале­ние, избавление от чего-либо, infectium — заражать; син. обезза­раживание) — это уничтожение потенциально патогенных для человека микроорганизмов на объектах внешней среды с це­лью разрыва путей передачи возбудителей инфекционных за­болеваний и возникновения осложнений.

Стерилизация является основой асептики, самым эффек­тивным и надежным методом профилактики контактной кон­таминации. Средства, применяемые для стерилизации, дол­жны уничтожать споры спороносных бактерий, быть безопас­ными для больных и медперсонала и не ухудшать рабочие свой­ства инструментов, а также предметов, подвергающихся стери­лизации.

В современной асептике применяются физические и хими­ческие методы стерилизации.

К физическим методам стерилизации относятся термиче­ские и лучевые способы. Условия и режимы стерилизации рег­ламентируются приложением № 5 к приказу Министерства здравоохранения Республики Беларусь № 66 «О мерах по сни­жению заболеваемости вирусным гепатитом в Республике Бе­ларусь» от 20.04.1993 г.

К химическим методам стерилизации относят стерилизацию оксидом этилена, обработку надуксусной кислотой, а также разработанными в Республике Беларусь в 2000 г. новыми высо­коэффективными дезинфектантами (полидез, триацид, комби­нированный дезинфектант инструментария).

Стерилизация хирургического инструментария

Стерилизация хирургического инструментария проводится в два этапа.

Первый этап — предстерилизациоиная обработка, второй — непосредственно стерилизация. Последовательность предсте­рилизационной подготовки зависит от степени бактериальной загрязненности инструментов (рис. 4.7).

Предстерилизациоиная подготовка включает обеззаражи­вание, мытье и высушивание. В связи с высокой опасностью распространения СПИДа и выполнения операций у больных,

Рис. 4. Z Хирургические инструменты

перенесших гепатит, правила предстерилизационной подготов­ки изменены и приравнены к способам обработки инструмен­тов, предусматривающим гарантию уничтожения вируса имму­нодефицита человека. Инструменты после операций при анаэ­робной инфекции, больных, перенесших в течение пяти по­следних лет гепатит, а также при риске СПИДа обрабатывают отдельно от других.

Сразу после операции инструменты погружают в дезинфи­цирующие средства (3% раствор хлорамина на 40—60 мин или 6% раствор водорода пероксида на 90 мин, 0,5% раствор полиде­за на 60 мин, комбинированный дезинфектант инструмента­рия на 60 мин). После обеззараживания инструменты перено­сят в моющий раствор (стиральный порошок, водорода перок­сид и вода) при температуре 50 °С на 20 мин, затем каждый ин­струмент моют щеткой в разобранном виде и промывают под проточной водой, что повышает качество предоперационной обработки инструментария, облегчает и делает труд медицин­ского персонала более безопасным. В настоящее время применя­ются утвержденные в 1997 г. Министерством здравоохранения Республики Беларусь «Этапы и режимы предстерилизационной обработки изделий из различных материалов» (табл. 4.2).

Таблица 4.2. Этапы и режимы предстерилизационной очистки инструментария, совмещенной с дезинфекцией инкрасептом 10А

Структура

изделия

Концентрация растворов, % Режим, мин Мойка в растворе, мин Ополаскива­ние в про­точной воде, мин Ополаскивание в дистиллиро­ванной воде, мин
Металл і 30 3 3 2
Стекло і 30 3 3 2
Керамика 2 15 3 3 2

Качество предстерилизационной обработки проверяется путем постановки азопирамовой, фенолфталеиновой и бензидиновой проб на наличие остаточных компонентов моющего средства, крови и жира. Контролю подлежат не менее 1% от партии инструментов, одновременно подвергшихся обработке. Кроме того, контроль качества предстерилизационной обра­ботки проводится центром гигиены и эпидемиологии один раз в квартал. При положительной пробе вся партия инструментов подвергается повторной предстерилизационной обработке.

Следующий этап — высушивание инструментов в сухожаро­вом шкафу при температуре 80 °С в течение 20 мин.

Выбор метода стерилизации зависит от вида хирургических инструментов, подлежащих стерилизации (рис. 4.8).

Все общехирургические инструменты и приспособления условно разделяют на три группы:

• металлические — режущие (скальпели, ножницы, иглы шовные, ампутационные ножи и др.), нережущие (зажимы, пинцеты, крючки, зонды и др.);

• резиновые и пластмассовые (катетеры, зонды, дренажи и т.д );

• оптические (лапароскопы, холедохоскопы, цистоскопы и др.).

Стерилизация металлических инструментов и изделий из стекла производится следующими способами.

• Стерилизация сухим горячим воздухом (аэростерилиза­ция) осуществляется в сухожаровых шкафах, инструменты по­мещают на специальные металлические сетки или упаковыва­ют в крафт-бумагу и стерилизуют при температуре 180-200 °­С в течение 1 ч. Изделия, простерилизованные в крафт-бумаге, сохраняются стерильными 3 суток, а в открытых сетках дол­жны использоваться непосредственно после стерилизации.

• Для стерилизации паром под давлением инструменты по­мещают в стерилизационные коробки, прообразом которых яв­ляются биксы Шиммельбуша. Их загружают в автоклавы и сте­рилизуют при давлении 1,1 атм. — 45 мин (120 °С), 2 атм. — 20 мин (132 °С) (рис. 4.9, 4.10). Сроки хранения в биксах с фильтром — 3 суток, без фильтра — 24 ч.

Рис. 4.8. Коррозия инструментов при несоблюдении режимов предстерилиза­ционной обработки

Рис. 4.9. Бикс Шиммельбуша

• Инструменты одноразового использования стерилизуют в герметичных пакетах ионизирующим излучением (у-лучи), ультрафиолетовыми лучами и ультразвуком. В настоящее время предпочтение отдают стерилизации у-лучами. Для этих целей применяют изотопы 60Со и 137С. Стерилизация должна произ-

Рис. 4.10. Автоклавы (горизонтальный, вертикальный). Cliniclav-25

водиться с соблюдением мер безопасности в заводских условиях. При сохранении герметичности упаковок, в которых производи­лась стерилизация γ-лучами, стерильность сохраняется 5 лет.

• Кипячение как метод стерилизации в настоящее время не применяется и относится к дезинфекции; дезинфекция ин­струментов кипячением проводится в электрических стерили­заторах, различных по конструкции и емкости, на сетках, по­гружаемых в дистиллированную воду, с добавлением 2% ра­створа натрия гидрокарбоната в течение 30 мин.

Стерилизация режущих и колющих инструментов осуществ­ляется в заводских условиях γ-лучами, газовым и холодным хи­мическим способами с применением антисептиков. В перевя­зочных режущие и колющие инструменты стерилизуются в су­хожаровых шкафах.

К химическим методам стерилизации относится стерилиза­ция парами формалина в стерилизационных камерах воздуш­ного стерилизатора (одно- или двухкамерных) емкостью 80 дм3 и более. На дно камеры помещают формалин из расчета 10 г на 10 дм3 камеры, время стерилизации — 16 ч. Химическим га­зовым способом стерилизуются инструменты, имеющие эбо­нитовую основу, лапароскопические инструменты, инструмен­ты с оптикой, особо точные и дорогостоящие инструменты. Перед газовой стерилизацией лапароскопические инструмен­ты подвергаются дезинфекции в 3% растворе альдезона путем промывания в одной емкости. Они замачиваются на 1 ч и по истечении этого времени ополаскиваются под проточной во­дой от дезинфицирующих средств.

В настоящее время для этих целей начали применяться га­зовые камеры, где в качестве дезинфектанта исцользуется эти­лена оксид или озон.

Химическая стерилизация может проводиться с использо­ванием жидких антисептиков. Чаще всего применяются трой­ной раствор, 96% этиловый спирт, 6% раствор водорода перокси­да, комбинированный дезинфектант инструментария, а также дезинфектанты, производимые в России (аламинол, бианол, лизацин) и США («Сайдекс»), Для химической стерилизации ин­струменты погружают в один из перечисленных дезинфектан­тов согласно инструкции по их использованию.

Стерилизация изделий из резины, пластмассы может осу­ществляться в автоклавах паром под давлением 1,1 атм. — 30 мин или 1,5 атм. — 15—20 мин. Резиновые и пластмассовые изделия разового использования стерилизуют в заводских условиях у-лучами.

Результаты проводимого контроля качества предстерилиза­ционной очистки и стерилизации должны регистрироваться по­сле каждого цикла обработки в учетной медицинской докумен­тации в соответствии с требованиями действующих норматив­ных актов Министерства здравоохранения Республики Беларусь.

Стерилизация конструкций, протезов, трансплантатов зави­сит от материала, из которого они изготовлены. Дорогостоя­щие алмазные головки инструментов, дрильборы стерилизуют в среде нагретых специальных стеклянных шариков.

Металлические конструкции для остеосинтеза (гвозди, стержни, пластинки, винты, спицы) стерилизуются вместе с металлическими нережущими инструментами в автоклаве, су­хожаровом шкафу, а чаще всего подвергаются лучевой стери­лизации (улучи, ультразвук, УФО).

Протезы клапанов сердца, суставов, состоящие из металла и пластмасс, сосудистые протезы также стерилизуют с γ-луча­ми, хотя допустима стерилизация с использованием дезинфек­тантов.

Стерилизация биотрансплантатов невозможна, поэтому при хирургическом заборе органов соблюдается строжайшая стерильность. После извлечения из организма донора транс­плантируемый орган промывается стерильными растворами и помещается в специальный герметичный контейнер.

Стерилизация эндоскопической ап­паратуры. Основными этапами сте­рилизации эндоскопов и инструмен­тов, используемых для выполнения хирургических вмешательств, явля­ются механическая очистка, промы­вание, предстерилизационная обра­ботка, просушивание, стерилизация и хранение.

Рис. 4.11. Процессор Steris Sistem-I

Инструменты без диэлектриче­ского покрытия стерилизуют тради­ционно в сухожаровом шкафу при температуре 170-180 °С в течение I ч.

Инструменты, имеющие диэлектри­ческое покрытие, оптику и проклад­ки стерилизуют в растворе «Сайдекс» в течение 10 ч, затем ополаски­вают стерильной дистиллированной водой, высушивают марлевыми салфетками, укладывают и со­бирают на стерильном операционном столе непосредственно перед операцией.

Из современных методов быстрой, безопасной и стандарт­ной стерилизации эндоскопических инструментов и приборов применяется процессор Steris Sistem-I (Германия) (рис. 4.11). Это автоматизированный прибор с микрокомпьютерным упра­влением для стерилизации эндоскопических и хирургических инструментов с помощью химического концентрата Steris-20, активный компонент — перуксусная кислота, имеющая нейт­ральный pH. Процессор автоматически готовит раствор в необходимом объеме и концентрации в соответствии с задан­ной программой.

Эндоскопический инструментарий также стерилизуют в па­рах формальдегида, оксида этилена, смеси ОБ (смесь оксида эти­лена и бромистого метила).

Стерилизация перевязочного материала и операционного белья

Перевязочный материал готовится из марли. Марля — это обезжиренная хлопчатобумажная ткань, обладающая гигро­скопичностью и выраженной капиллярностью. Из марли гото­вят салфетки (большие и малые), шарики, турунды. Большие салфетки связывают по 10 штук для удобства их подсчета во время полостных операций. Операционное белье — это халаты, колпаки, простыни, полотенца, пеленки, изготовленные из хлопчатобумажной ткани. Во многих современных клиниках применяются перевязочный материал и комплекты операцион­ного белья одноразового использования, прошедшие стерили­зацию в заводских условиях γ-лучами. Белье для многократно­го применения после использования подвергается стирке и повторной стерилизации, а перевязочный материал после ис­пользования сжигается.

Перед стерилизацией перевязочный материал и операцион­ное белье укладываются в биксы. Укладка может осуществлять­ся одним из следующих способов:

• универсальная укладка — бикс условно разделяют на сек­тора и каждый сектор заполняют определенным видом матери­ала или белья;

• целенаправленная укладка — в бикс укладываются все необходимое для выполнения малых операций и манипуляций (для трахеостомии и т.д.);

• видовая укладка — используется в клиниках, где одновре­менно начинают работу несколько операционных, при этом способе укладки один бикс заполняется только каким-то од­ним видом материала, халатами, простынями и т.д.

В центр биксов помещают тесты для контроля стерильности.

Стерилизация производится в ЦСО в автоклавах паром под давлением. В биксах, заполненных перевязочным материалом и операционным бельем, открывают боковые отверстия и за­гружают их в предварительно подогретую стерилизационную камеру автоклава.

Автоклав состоит из двух металлических цилиндров разно­го диаметра, входящих один в другой, свободное пространство между ними через водомерное стекло заполняется водой. Вну­тренний цилиндр - стерилизационная камера — заполняется стерилизуемым материалом в биксах, упаковках из хлопчатобу­мажной ткани или крафт-бумаги. Водопаровая камера оборудо­вана термометром, манометром и предохранительным автома­тическим клапаном, который срабатывает при нарастании из­быточного давления в стерилизационной камере.

Стерилизация перевязочного материала и операционного белья может проводиться в следующих режимах: при давлении 1,5 атм. — 30 мин; 2 атм. — 20 мин.

После окончания стерилизации биксы остаются некоторое время в горячем автоклаве для просушки их содержимого при приоткрытой дверце автоклава. Перед выгрузкой биксов из ав­токлава закрывают отверстия в стенках бикса, отмечают дату стерилизации на бирке, прикрепленной к ручке бикса. В закры­том биксе перевязочный материал и операционное белье со­храняют стерильность 72 ч.

Подготовка рук к операции. Требования к гигиене и антисептике рук медицинского персонала, кожи операционного поля

Гигиена кожи рук медицинских работников, кожи операци­онного и инъекционного полей является одним из наиболее важных мероприятий, направленных на предупреждение раз­вития инфекции при оказании медицинской помощи.

Обработка рук персонала, участвующего в операции (хирур­гов, операционных медсестер), является обязательной. Меди­цинские работники должны следить за состоянием рук в боль­ничной обстановке и в быту, домашнюю работу выполнять в перчатках, чтобы избежать ссадин, микротравм кожи кистей рук. Ногти на руках должны быть коротко подстрижены. За­прещено во время работы наклеивать искусственные ногти, но­сить кольца, браслеты и другие украшения, затрудняющие эф­фективное удаление микроорганизмов. При наличии ссадин, трещин, экзематозных поражений и других заболеваний кожи кистей рук, хирурги и операционные сестры участия в опера­ции не принимают. На здоровой коже кистей рук обнаружива­ется 10% патогенных и 90% сапрофитных непатогенных микро­организмов.

Гигиена рук медицинских работников включает мытье рук, гигиеническую антисептику, косметический уход за кожей рук. Антисептики для обработки рук должны быть легкодоступны на всех этапах лечебно-диагностического процесса. Дозаторы с антисептиками для обработки рук должны размещаться у вхо­да в операционную, в палатах интенсивной терапии и реанима­ции, процедурных, перевязочных, манипуляционных, в пала­тах для больных с гнойно-септической инфекцией (рис. 4.12).

В настоящее время выделяют три категории обработки рук медицинских работников:

• хирургическая антисептика кожи рук;

• гигиеническая антисептика кожи рук;

• гигиеническое мытье рук.

Цель хирургической антисептики — предупреждение заноса с рук хирурга и других медицинских работников в опе­рационную рану микроорганизмов и развития в связи с этим послеопераци­онных инфекционных осложнений.

Рис 4.12. Устройство для обработки рук антисептиком

Гигиеническая антисептика рук — это обработка рук до и после диагно­стических, терапевтических манипуля­ций, а также после контакта с инфек­ционным больным.

Гигиеническое мытье рук — мытье рук перед осмотром больного и после этого.

Мытье рук предусматривает удаление грязи, транзиторной микрофлоры, контаминирутощей кожу.

Различают;

• обычное мытье кожи рук — при использовании простого, не содержащего антимикробных компонентов мыла;

• антисептическое мытье кожи рук — при использовании мыла, содержащего антибактериальные компоненты.

Антисептика кожи рук предусматривает применение хими­ческих веществ, обладающих антимикробным действием, пред­назначенных для деконтаминации микрофлоры рук. В зависи­мости от поставленной цели к требуемой степени деконтами­нации различают гигиеническую и хирургическую антисепти­ку рук. Гигиеническая антисептика рук необходима для удале­ния и уничтожения транзиторной микрофлоры, снижения чи­сленности резидентной микрофлоры.

При гигиенической обработке рук рекомендуется придер­живаться следующей последовательности выполнения проце­дуры:

• руки обмыть под струей комфортно теплой воды;

• намылить и энергично потереть друг о друга не менее 15 с;

• повторно обмыть водой.

Высушивать руки после мытья следует салфеткой для одно­кратного применения или электрополотенцем. При обработке рук перед выполнением хирургической антисептики высуши­вать руки следует только полотенцем (салфеткой) однократно­го применения. Твердое мыло для мытья рук должно использо­ваться только в фасовке для однократного применения.

У медицинских работников, которые часто обрабатывают руки антисептическими препаратами, преобладают не харак­терные для кожи грамотрицательные бактерии, в том числе множественно-устойчивые штаммы к антибиотикам. Это сви­детельствует о том, что руки медицинских работников являют­ся не только механическим фактором передачи инфекции, но и могут быть также источником инфекции. Следовательно, ме­роприятия, направленные на снижение числа микроорга­низмов на руках, правильнее рассматривать как антисептику, а не как дезинфекцию рук.

Исходя из состава микрофлоры кожи рук, для хирургиче­ской антисептики должны применяться препараты, обладаю­щие широким спектром действия на грамположительную и грамотрицательную аутогенную и заносимую микрофлору. Рань­ше считали, что хирургическая обработка рук должна обеспе­чивать полное уничтожение всех находящихся на кожных по­кровах и в порах кожи рук микроорганизмов. Однако оказа­лось, что такая цель недостижима. При любом безопасном ме­тоде антисептической обработки часть микробов остается в коже, особенно в волосяных мешочках и устьях сальных желез. Условия проведения операций требуют, чтобы необходимая степень снижения микробов была достигнута быстро (30 с — 2 мин) и сохранялась некоторое время после воздействия анти­септика. Поскольку большинство оперативных вмешательств в среднем продолжается 3 ч, то этот срок принят за стандартный при определении пригодности антисептика. Это свойство анти­септика называется остаточным. При более длительных операциях должна проводиться повторная обработка рук антисептиком.

Выделяют три степени остаточного действия антисептика.

• Реманентное последействие наступает при однократной аппликации. Антисептик приводит к снижению числа бакте­рий до субинфицированной дозы и под перчатками сохраняет­ся в течение 4 ч.

• Кумулятивное последействие наступает при многократ­ной аппликации. Последействие антисептика с каждой аппли­кацией увеличивается. Считают, что оно не имеет значения для оценки эффективности антисептика.

• Персистирующее действие отмечается при регулярном применении антисептиков. Оно приводит к резкому сниже­нию численности аутогенной микрофлоры на коже кистей рук.

В современной хирургической и гигиенической антисепти­ке рук произошли серьезные изменения. Разработан Европей­ский стандарт обработки кожи рук медицинского персонала EN-1500.

В Республике Беларусь закрытым акционерным обществом «Беласептика» производится полиалкогольный антисептик кожи «Септоцид Р плюс», соответствующий Европейскому стандарту антисептических препаратов. Он предназначен для проведения хирургической антисептики рук перед любым хи­рургическим вмешательством, а также для гигиенической анти­септики рук до и после диагностических, терапевтических про­цедур, после контакта с инфицированными больными, контаминированным материалом. Препарат обладает бактерицид­ным, вирусоцидным, фунгицидным и туберкулоцидным дей­ствием. Это высокоэффективное, быстродействующее сред­ство оказывает реманентное противомикробное действие в те­чение 3 ч после обработки, не обладает кожно-резорбтивным и связанным с ним общетоксическим действием, а также аллер­гогенным, канцерогенным и мутагенным. Препарат относят к IV классу малоопасных соединений.

Хирургическая антисептика рук и способы ее проведения. Про­ведение хирургической антисептики кожи рук медицинским персоналом обязательно перед выполнением лечебно-диагно­стических процедур, связанных с контактом (прямым или опо­средованным) со стерильными полостями и средами организ­ма (хирургическое вмешательство, лапароскопические манипу­ляции, катетеризация центральных сосудов, пункции суставов и Т.Д.).

При проведении хирургической антисептики рук акцент де­лается на тщательную обработку околоногтевых валиков, ног­тевых пластин и межпальцевых промежутков, строгую после­довательность этапов обработки и фиксацию времени каждо­го этапа (рис. 4.13).

• Предварительно руки моют теплой проточной водой (38— 42 °С) с мылом одноразового использования, по возможности жидким, в течение 2 мин. После мытья руки высушивают сте­рильной одноразовой салфеткой или полотенцем.

• Ногтевые пластинки и околоногтевые валики обрабатыва­ют стерильным марлевым шариком, смоченным в антисептике.

• Наносят антисептик на кожу кистей и предплечий порция­ми по 2,5—3 мл с 30-секундным интервалом, тщательно и энер­гично втирают в кожу, не допуская высыхания препарата во время всего периода обработки, который занимает 5 мин. Рас­ход на одну обработку — 10 мл антисептика. После полного

image36

1. Тереть ладонью о ладонь

image38

2. Тереть левой ладонью по тыльной стороне правой кисти и наоборот

3. Тереть ладони со скрещенными растопыренными пальцами не менее 1 мин

4. Тереть тыльной стороной согнутых пальцев по ладони другой руки

5. Поочередно круговыми дви­жениями тереть большие паль­цы рук

image35

6. Поочередно разнонаправлен­ными круговыми движениями тереть ладони кончиками паль­цев противоположной руки

Рис 4.13. Европейский стандарт обработки рук медицинского персонала

испарения антисептика, на высохшую кожу рук немедленно на­девают стерильные перчатки.

Гигиеническая антисептика рук. При гигиенической антисеп­тике этап предварительного мытья рук водой с мылом не обя­зателен. В этом случае наносят на руки 3 мл антисептика и тщательно втирают его в кожу в течение 30—60 с.

В случае сильного загрязнения патологическим материалом руки обмывают антисептиком в течение 30—60 с, а затем — еще в течение 1 мин, втирая в кожу 3 мл антисептика.

При коротких интервалах между выполняемыми процеду­рами гигиеническая антисептика рук проводится путем втира­ния меньшего количества антисептика в течение не менее 30 с (в силу наличия остаточного противомикробного действия). Для смягчения действия спиртов в состав препарата введен этоксилат ланолина. В конце работы, после проведения хирур­гических манипуляций медицинскому персоналу рекомендует­ся смазывать руки обычными или специальными питательны­ми кремами

Наиболее частые ошибки в использовании Европейского стандарта обработки рук:

• применение жестких щеток и щелочного (хозяйственно­го) мыла на этапе механической обработки;

• присутствие лака на ногтях, а также мытье рук в тазу с ан­тисептиком;

• применение салфеток, тампонов при нанесении антисеп­тика.

Наряду с этим имеется рад современных нестандартных ме­тодик обработки рук с помощью различных антисептиков. Предварительно необходимо провести механическую обработ­ку рук — просушить их стерильной салфеткой или полотенцем, а затем применить соответствующий антисептик. Наиболее ча­сто используют следующие антисептики.

• Первомур — 2,4% раствор (смесь муравьиной кислоты, во­дорода пероксида и воды) — готовится ex tempore. При соедине­нии указанных ингредиентов образуется надмуравьиная кисло­та — весьма эффективный антисептик. Руки моют в тазу с первомуром в течение I мин. При обработке им рук на поверхно­сти кожи образуется тонкая пленка, закрывающая поры, дубле­ние кожи кистей при этом не требуется. Антисептический эф­фект сохраняется в течение 2 ч. Недостатком применения первомура является то, что он может вызывать раздражение кожи и дерматиты.

• Хлоргексидин — 0,5% спиртовой раствор (хибискраб) — руки обрабатывают тремя тампонами, смоченными раствором, по 1 мин каждым. Следует знать, что в хирургических стационарах в последнее время встречаются устойчивые к хлоргексидину штаммы стафилококков, энтеробактерий, псевдомонад. Если применяют этот метод обработки рук, то надо убедиться, что указанных микробов нет в данном стационаре.

В Европе используются следующие высокоэффективные ан­тисептики: кутасепт «г», кутасепт «ф». Они эффективны про­тив вирусов гепатита В, ВИЧ-инфекции, ретровирусов, хорошо переносятся кожей. Новейшим антисептиком с запатентован­ной комбинацией активных веществ является октенисепт. Он обладает продолжительным (до 1 ч) антисептическим действи­ем после однократного применения.

Какими бы эффективными ни были препараты для гигиени­ческой или хирургической антисептики рук, после обработки любым способом необходимо применять стерильные перчатки одноразового использования. После надевания перчаток перед проведением операции их обрабатывают салфеткой со спир­том. Применение перчаток для многократного использования запрещено.

Во время работы в перчатках руки потеют и скапливается перчаточный сок, в котором содержится резистентная микро­флора, выделяющаяся из пор кожи, поэтому при повреждении перчатки ее сразу же следует сменить. В процессе операции по­сле вскрытия полого органа или гнойного очага перчатки необхо­димо обработать раствором антисептика, высушить стериль­ной салфеткой и обработать спиртом или заменить на новые.

Подготовка операционного поля

Перед операцией больной должен пройти санитарно-ги­гиеническую обработку в соответствии с требованиями (поста­новление № 88, 2005 г.). Она включает в себя принятие гиги­енической ванны или душа, смену нательного и постельного белья накануне операции. В экстренных случаях область прове­дения операции при имеющемся видимом загрязнении подле­жит предварительному гигиеническому или антисептическому мытью одноразовыми салфетками.

В случаях необходимости удаления волос в месте оператив­ного вмешательства проводится их стрижка или эпиляция. Мо­жет также производиться бритье волос в месте оперативного вмешательства не ранее чем за 2 ч до операции и только после гигиенической антисептической обработки кожи.

Область операционного поля, подлежащая обработке анти­септическими средствами, должна включать предполагаемый разрез и прилегающие участки кожи. Для антисептической об­работки кожи операционного поля предпочтительнее приме­нять средства, окрашивающие кожу. В случае их неперено­симости допускается применение других антисептических средств.

Наиболее часто для обработки операционного поля исполь­зуют 1% раствор йодоната (по свободному йоду). Обработка операционного поля осуществляется 4-кратно по методу Филончикова — Гроссиха (обработка кожи области операционно­го поля перед ограничением стерильным бельем, перед разре­зом, перед наложением кожных швов и после ушивания опера­ционной раны).

Для обработки операционного поля могут применяться так­же !% раствор дегмицида, 1% раствор роккала, велопосепт и др.

Из современных антисептиков для обработки операционно­го поля применяются «Септоцид К1 плюс» и «Септоцид К2 плюс», производимые в Республике Беларусь.

Для обработки слизистых оболочек перед операцией могут использоваться 1% раствор бриллиантового зеленого, 3% ра­створ водорода пероксида, 1% раствор йодоната или йодопиро­на, 0,5% раствор гибитана.

Самым надежным способом изоляции кожных покровов в зоне операционной раны является применение стерильной са­моклеющейся пленки, выполняющей функцию протектора, че­рез которую производится рассечение тканей.

Контроль качества стерилизации

Вещества и предметы считаются стерильными, если они простерилизованы и эффект стерильности подтвержден инди­катором стерильности.

Выделяют прямые и непрямые методы. К прямым методам относится бактериологический. Берут смывы с инструментов, перевязочного материала, кожи операционного поля, кожи рук хирургов и производят посев на питательные среды. Прямой метод применяется в плановом порядке, и по его результатам судят об эффективности санитарно-гигиенических мер и по­грешностях в работе медперсонала. Неудобство применения данного метода заключается в том, что результаты посева реги­стрируются только через 3—5 суток. Бактериологическое иссле­дование по стандартным нормативам должно проводиться 1 раз в 7—10 дней. Два раза в год такой контроль осуществляет­ся городскими и районными санитарно-эпидемиологическими службами.

Контроль стерильности непрямыми методами применяется при термических способах стерилизации и позволяет опреде­лить температуру, которая достигалась в 'Сухожаровом шкафу, биксах в автоклаве.

Показателями качества стерилизации являются изменение исходного состояния (цвет, агрегатное состояние) химических тест-индикаторов и отклонение температуры на контрольных термометрах в камерах стерилизации в пределах ±2 °С.

Контроль стерильности при аэростерилизации и в автокла­ве проводят с применением химических тест-индикаторов и по показаниям наружных термометров.

В Республике Беларусь согласно инструкции № 154.021.98 по применению «Индикаторов стерилизации одноразового применения ИС-120, ИС-132, ИС-160, ИС-180» для контроля па­раметров режима работы паровых и воздушных стерилизато­ров применяются индикаторы одноразового использования, перечисленные в инструкции. Эти индикаторы представляют собой бумажную ленту, на одной стороне которой нанесен ин­дикаторный состав, цвет которого необратимо меняется в зави­симости от температурных параметров стерилизации. В ком­плект индикаторов входит цветной эталон сравнения. Индика­торы предназначены для оперативного визуального контроля параметров и режимов работы (температура, время) паровых и воздушных стерилизаторов. Применение индикаторов позво­ляет обнаружить несоблюдение режима стерилизации, обуслов­ленное технической неисправностью стерилизаторов, наруше­нием правил их загрузки, ошибкой в установке параметров или их сбоем, и тем самым исключить возможность использования изделий медицинского назначения, простерилизованных с на­рушением режима (табл. 4.3).

Рекомендуется контролировать каждый цикл стерилиза­ции. Для этого от рулона индикаторной ленты отрезают требу­емое количество полосок индикатора длиной примерно 3 см.

Таблица 4.3. Контролируемые режимы стерилизации

Индикатор Метод

стерилизации

Режим стерилизации
Температура, *С Время

стерилизационной выдержки, мин

Давление водяного пара. МПа
ИС-120 Паровой 120+2 45+3 0,11+0.02
ИС-132 Паровой 132±2 20+2 0.20+0.02
ИС-160 Воздушный 160±3 150±5 -
ИС-180 Воздушный 180±3 60±5 -

Число полосок, закладываемых в стерилизатор, зависит от раз­меров камеры стерилизатора.

В воздушных стерилизаторах контрольные тесты размеща­ют на расстоянии не менее 5 см от стенок стерилизационной камеры. В каждую точку помещают не менее одного индикато­ра. Индикаторы ИС-160 и ИС-180 прикрепляют индикаторным слоем наружу с внешней стороны упаковок со стерилизуемыми изделиями. На упаковках из полимерных и бумажных материа­лов и стерилизационных коробок закрепление осуществляется самоклеящейся лентой для контроля стерилизации, на бирках стерилизационных коробок — степлером или канцелярской скрепкой. Допускается размещать индикаторы внутри пакетов для стерилизуемых изделий. Индикаторы ИС-120 и ИС-132 за­крепляют аналогичным образом, размещая их как внутри сте­рилизационных коробок или упаковок, так и снаружи.

По окончании цикла стерилизации индикаторы извлекают для сравнения с эталоном. Если цвет всех индикаторов соответ­ствует цвету эталона или темнее его, то это свидетельствует о со­блюдении требуемых параметров стерилизации. При этом воз­можно различие в цвете использованных индикаторов между собой из-за допустимой неравномерности температуры в стери­лизаторе. На индикаторах ИС-120 и ИС-132 после обработки в стерилизаторе допускается наличие темных точечных вкрапле­ний, не влияющих на общую окраску индикатора.

Если цвет индикатора в одной или нескольких контрольных точках светлее эталона, то это указывает на несоблюдение пара­метров режима стерилизации. В этом случае вся партия изде­лий считается непростерилизованной и подлежит повторной стерилизации. При повторении неудовлетворительных резуль­татов контроля эксплуатацию стерилизатора прекращают и проверяют его техническую исправность, соблюдение правил загрузки стерилизатора и правильность установки параметров. Стерилизатор разрешают использовать после устранения при­чин его неудовлетворительной работы и получения положи­тельных результатов контроля.

Использованные индикаторы могут подклеиваться в журнал учета стерилизации (форма № 257/у) в выделенные для этого колонки и хранятся в качестве архивного документа в течение 6 месяцев.

Контроль стерилизации паром под давлением в автоклавах можно проводить тест-индикатором мочевины или бензойной кислоты с фуксином. При давлении 2 атм. (132 °С) белый порошок мочевины плавится и превращается в аморфную массу того же цвета. При давлении 1,1 атм. (120 °С) применяется бен­зойная кислота с фуксином, при 120 °С бензойная кислота окрашивается в красный цвет (фуксин выполняет роль красите­ля). При стерилизации в сухожаровом шкафу также могут при­меняться химические вещества с более высокими точками плавления: аскорбиновая кислота—190 °С, янтарная кислота — 190 °С, тиомочевина — 180 °С. Контроль качества стерилиза­ции оксидом этилена проводят с использованием индикатора в виде раствора глицерола с этиленом и лития бромида.

Профилактика имплантационной инфекции

Имплантация — внедрение, вживление в организм больных чужеродных материалов (шовный материал, протезы, металло­конструкции и т.д.) с лечебной или косметической целью. При имплантационном пути контаминации ран, органов или тка­ней имеет место 100% контагиозность. Поэтому профилактика распространения имплантационной контаминации состоит в строжайшем соблюдении стерильности всего того, что вживля­ется в организм и остается навсегда или на продолжительный промежуток времени. Оставаясь в организме больного, где су­ществуют благоприятные условия для размножения микроорга­низмов, нестерильный имплантат вызывает нагноение. При этом инородное тело поддерживает воспалительный процесс, но может произойти инкапсуляция микробов с возникновени­ем очага дремлющей инфекции.

Возможные источники имплантационной инфекции:

• шовный материал;

• дренажи (плевральной, брюшной полостей, суставов);

• катетеры;

• протезы (клапаны сердца, протезы сосудов, суставов);

• сшивающие скобки, скрепки, винты, шурупы, пластинки и стержни для металлоостеосинтеза;

• кава-фильтры, спирали, стенты для мочеточников и др.;

• трансплантируемые органы, ткани, гомофасции, кости и др.

Самым надежным способом стерилизации всех импланта­тов, за исключением органов и живых тканей, служит стерили­зация γ-лучами.

Наиболее частым источником имплантационной инфекции является шовный материал.

Требования к идеальным шовным материалам следующие.

• Биосовместимость — это отсутствие токсического, аллер­генного, тератогенного действия шовной нити на ткани орга­низма, в идеале должна отсутствовать всякая реакция тканей на шовный материал.

• Биодеградация — это способность материала распадаться и выводиться из организма; шовный материал должен удержи­вать ткани до образования рубца, темп биодеградации не дол­жен превышать скорости образования рубца.

• Атравматичность — это поверхностные свойства нити. Все крученые и плетеные нити обладают неровной, шероховатой поверхностью; при прохождении нити через ткань возникает распиливающий эффект, который приводит к травме ткани. Мононити лишены этого свойства. Большинство современных нитей выпускают с полимерным покрытием, которое снижает пилящий эффект, улучшает ее скольжение, однако эти покры­тия снижают надежность узла.

• Способ соединения нити с иглой — лучшими считаются атравматические иглы, когда нить впаяна в иглу и является как бы ее продолжением.

• Манипуляционные свойства нити — к ним относят эла­стичность и гибкость.

• Достаточная прочность нити, при этом, чем тоньше нить, тем меньше инородного материала остается в тканях.

Классификация шовных материалов. Существует несколько признаков, по которым классифицируют шовные материалы (рис. 4.14).

1. По способности к биодеструкции выделяют:

• рассасывающиеся; кетгут, коллаген, материалы на основе целлюлозы (окцелон, кацелон), материалы на основе полиглюкинов (полисорб, викрил, дексон, максон), полидиаксонон, по­лиуретан;

• нерассасывающиеся: полиэфиры (шелк, капрон, лавсан, суржидак, мерсилен, этибонд), полиолефины (суржипро, про­лен, полипропилен), металлические скобки.

2. По структуре нити:

• монофиламентная (мононити) — в сечении представляет единую структуру с абсолютно гладкой поверхностью;

• многофиламентная — в сечении состоит из множества ни­тей. Промышленностью выпускаются:

• крученая нить — изготавливается путем скручивания не­скольких филамент по оси;

Рис. 4.14. Шовный материал

• плетеная нить — получается путем плетения многих филамент по типу каната;

• комплексная нить — это плетеная нить, пропитанная или покрытая полимерным материалом.

В настоящее время интенсивно разрабатываются шовные материалы с антимикробным покрытием. Однако включение антибиотика или антисептика в шовный материал изменяет ос­новные его свойства, ослабляет прочность узла. До недавнего времени самым широко применяемым шовным материалом яв­лялись кетгут и шелк. Кетгутовая нить вызывает наиболее вы­раженную реакцию тканей. Кетгут теряет 50% своей прочности в течение 2—10 дней после операции. Импрегнация кетгутовой нити солями хрома или серебра (хромированный, серебре­ный кетгут) приводит к удлинению сроков рассасывания и сни­жению реакции тканей. Шелк обладает удобными для хирурга манипуляционными свойствами (мягкий, гибкий), однако он имеет ряд отрицательных качеств:

• реакция тканей на шелк сравнима с реакцией на кеті у т и значительно превосходит реакцию на синтетические шовные материалы;

• обладает выраженной сорбционной способностью, может служить резервуаром и проводником микробов;

• относится к нерассасывающимся шовным материалам, что делает невозможным его применение в кардиохирургии (например, при пришивании клапанов сердца и т.д.).

В последние годы предприняты попытки улучшить свой­ства шелка. Так, фирма «Этикон» выпускает шелк, пропитан­ный воском, что резко снижает его фитильные свойства, одна­ко при этом снижается надежность узла.

К многофиламентным шовным материалам с достаточно быстрым сроком рассасывания относятся такие нити, как викрил фирмы «Этикон», дексон фирмы «Дейвис и Гек», дарвин фирмы «Эргон супрамед». Эти нити гораздо прочнее кетгута, вызывают незначительную воспалительную реакцию тканей, обладают строго определенными сроками потери прочности и рассасывания (теряют 80% прочности в течение 21 дня, расса­сываются через 2—3 месяца).

В последнее время разработаны новые рассасывающиеся шовные материалы — полидиаксонон (PDS) фирмы «Этикон» и максон фирмы «Дейвис и Гек». Это монофиламентные шовные материалы, характеризующиеся более длительными сроками потери прочности и рассасывающиеся в течение 6—9 месяцев. Реакция воспаления тканей вокруг этих нитей минимальная. В 1991 г. появился шовный материал нового поколения — полисорб фирмы USSC. Это плетеный шовный материал, который по своим физическим качествам не уступает шелку, в 1,5 раза прочнее викрила, до 3 недель сохраняет достаточную проч­ность в тканях, обладает повышенной надежностью узла. Полисорб — наиболее перспективный рассасывающийся шовный материал, производимый в настоящее время. Синтетические рассасывающиеся шовные материалы отвечают большинству требований и на сегодняшний день могут считаться «идеальны­ми» нитями для соединения тканей.

Нерассасывающиеся шовные материалы не удовлетворяют основному требованию — биодеградации. Они постоянно нахо­дятся в тканях и в любой момент могут вызвать воспалитель­ную реакцию. В то же время их широко применяют в хирургии. Это связано с рядом причин: они дешевы, удобны в производ­стве, обладают большей прочностью и лучшими манипуля­ционными свойствами по сравнению с рассасывающимися ма­териалами. Лен и хлопок как шовные материалы имеют исто­рическое значение.

Капроновые нити обладают высокой прочностью, вызывают выраженную реакцию со стороны тканей. Выпускаются в виде крученых, плетеных нитей и мононитей. Считается, что капро­новые нити хорошо применять для наложения швов на кожу, подкожную клетчатку, мышцы, трахею, бронхи. Наиболее вы­раженная реакция тканей отмечается при применении круче­ного капрона. Большинство фирм выпускают капрон плете­ный или в виде мононити (USSC, «Этикон», «Матуда», «Эргон супрамед», «Дейвис и Гек» и др.). При этом реактогенность нити значительно снижается, уменьшаются сорбционные свойства. Лавсановые (полиэфирные) нити более инертны, не вызывают тканевой реакции. Нити на основе полиэфиров (суржидак, этибонд, мерсилен и др.) применяются для наложения швов на апоневроз, мышцы, нервы. Шовные нити на основе полиолефина выпускаются только в виде мононити. К ним от­носятся суржипро (фирмы USSC). пролен (фирмы «Этикон»), полипропилен (фирмы «Шарпойнт»), Полипропилен имеет большую надежность узла, обладает высокой инертностью, прочностью, эластичностью. Считается, что современная нить-эластик производства фирмы «Матуда» является уникаль­ной. Особенность ее состоит в том, что она высокоэластична, может удлиняться в 3—4 раза, создана специально для мягкого стягивания тканей вокруг катетера, введенного внутриарте­риально или внутрисердечно. За счет эластичности она сжима­ет отверстие в тканях, остающихся после удаления катетера.

Основным методом стерилизации шовного материала яв­ляется у-лучевая стерилизация в заводских условиях. В хирур­гических стационарах стерилизуют только шелк, капрон и лав­сан путем автоклавирования.

Госпитальная инфекция

Госпитальная (внутрибольничная, нозокомиальная) инфек­ция — это инфекционные осложнения или заболевания, разви­тие которых связано с инфицированием больного во время пребывания в больничных стационарах или выполнения меди­цинских манипуляций.

Наиболее часто возбудителями гнойно-септической инфек­ции являются циркулирующие в хирургическом отделении условно-патогенные микроорганизмы, одной из эпидемиологи­ческих характеристик которых является резистентность к цело­му ряду антибиотиков. Источники инфекции в хирургических отделениях — больные с гнойно-септическими заболеваниями, а также носители бактерий из числа пациентов и медперсона­ла. Основными факторами передачи госпитальной инфекции служат руки медперсонала, пациентов, а также объекты внеш­ней среды, с которыми контактируют пациенты (воздух, белье, перевязочный материал, инструментарий, аппаратура и др.).

Причиной развития госпитальной инфекции чаще всего бывают:

• стафилококки, кишечная и синегнойная палочки, протей и др.;

• вирусы (гепатит В, СПИД, аденовирусы, респираторные вирусы);

• грибки (кандиды, криптококки, дерматофиты);

• протозойные (пневмоцисты);

• метазойные (чесоточный клещ).

Главным признаком, указывающим на этиологическую роль выделенных микроорганизмов при госпитальной инфек­ции, является присутствие ее в патологическом материале в больших количествах.

Основные пути контаминации при госпитальной инфек­ции: контактный, воздушный, пищевой и парентеральный.

Выделяют следующие нозологические формы госпиталь­ной инфекции:

• все острозаразные инфекционные заболевания, подлежа­щие обязательному учету и оповещению СЭС;

• все случаи и формы сепсиса, бактериального шока, разви­вающиеся после медицинских вмешательств;

• все случаи госпитальной инфекции, связанные:

- с родами и абортами;

- оперативными вмешательствами;

- инъекциями, переливанием крови, гемосорбцией, использованием аппаратов ИВЛ, АИК;

- эндоскопическими исследованиями, катетеризацией со­судов;

- пищевыми токсикоинфекциями.

Все случаи госпитальной инфекции регистрируются ежеме­сячно и за текущий год.

Следует учитывать, что все возбудители госпитальной ин­фекции устойчивы к основным антибактериальным и антисеп­тическим средствам, развиваются у больных с резко снижен­ной резистентностью, у ослабленных больных с тяжелой сома­тической патологией (сахарный диабет, злокачественные ново­образования, анемия, алкоголизм, после терапии гормонами, цитостатиками и лучевой терапии), а также при нарушении правил асептики и антисептики.

Для исполнения Закона Республики Беларусь «О санитар­но-эпидемическом благополучии населения» от 23.05.2000 г., совершенствования и повышения эффективности профилак­тики внутрибольничных гнойно-септических инфекций у па­циентов хирургического профиля утверждены санитарные правила и нормы «Организация и проведение санитарно-гигие­нических и противоэпидемических мероприятий по профи­лактике гнойно-септических инфекций в отделениях (кабине­тах) хирургического профиля (постановление № 88 от 04.07.2005 г.)».

Основой профилактики гнойно-септических инфекций яв­ляется строгое соблюдение санитарных норм, правил и гиги­енических нормативов, включающих комплекс мероприятий, направленных прежде всего на предупреждение формирова­ния факторов передачи бактерий и предотвращение экзоген­ного и эндогенного инфицирования микроорганизмами.

Комплекс включает:

• строжайшее соблюдение правил асептики и антисептики при выполнении лечебно-диагностических процедур;

• стерилизацию и дезинфекцию медицинского оборудова­ния и инструментария, шовно-перевязочного материала, белья и т.д.;

• использование для длительной (более 48 ч) искусственной вентиляции легких аппаратов, имеющих бактериальные филь­тры;

• применение высокоэффективных методов обеззаражива­ния рук медицинского персонала и кожи операционного поля, использование перчаток;

• дезинфекцию объектов внешней среды (постельные при­надлежности, мягкий инвентарь, одежда, обувь, посуда, воздух и т.д.), имеющих эпидемиологическое значение в механизме передачи возбудителей инфекции;

• использование физических способов защиты ран от кон­таминации микроорганизмами;

• медицинский осмотр каждого сотрудника при поступле­нии на работу в отделения хирургического профиля, а в даль­нейшем в процессе работы;

• взятие на диспансерный учет медицинского и вспомога­тельного персонала для своевременного выявления и лечения острых и хронических воспалительных заболеваний;

• запрещение выполнения работы медицинского и вспомо­гательного персонала без соответствующей санитарно-гигиени­ческой одежды;

• запрещение курения сотрудниками и пациентами в поме­щениях хирургического отделения;

• возложение ответственности на персонал хирургического отделения в соответствии с законодательством Республики Бе­ларусь за нарушение санитарных норм, правил и гигиенических нормативов, а также за невыполнение требований, постановле­ний, предписаний государственного санитарного надзора.

Основные принципы профилактики госпитальной инфек­ции, регламентируемые приказом № 88 Министерства здраво­охранения Республики Беларусь;

• строжайшее соблюдение и выполнение принципов асеп­тики и антисептики в работе хирургических стационаров;

• повышение устойчивости организма больных и медперсо­нала к инфекции;

• сокращение сроков предоперационной подготовки боль­ных;

• проведение предоперационной антибактериальной про­филактики по разработанным схемам для оперативных вмеша­тельств на разных анатомических областях;

• рациональное назначение антибактериальных препаратов в послеоперационном периоде;

• ограничение контакта больных хирургического профиля с родственниками до и после операции;

• строгий контроль за питанием больных.

Профилактика ВИЧ-инфекции в хирургических стационарах.

ВИЧ-инфекция — это заболевание, вызываемое Т-лимфотропным вирусом, характеризующееся генерализованной лимфаденопатией, различными оппортунистическими инфекциями, опухолевыми поражениями и вирусоносительством. Источник инфекции — больные с клинически выраженными симптома­ми СПИДа. Вирус обнаружен в крови, сперме, моче, слезах и слюне зараженных. Выделение его наблюдается более чем у 85% больных СПИДом и лимфаденопатией, содержащих анти­тела к ВИЧ. Безусловно, признанными путями передачи явля­ются прямой контакт при половых сношениях независимо от способа их осуществления, через кровь и ее препараты от ин­фицированных доноров, через предметы, загрязненные кро­вью ВИЧ-инфицированных при наличии мелких дефектов на коже и слизистых оболочках. Имеет место вертикальная пере­дача инфекции от матерей, больных СПИДом, или вирусоноси­тельниц ВИЧ-инфекции, а также через грудное молоко детям.

Определены контингенты повышенного риска инфициро­вания ВИЧ. К группе риска относятся медицинские работни­ки, особенно хирургических стационаров, так как имеются воз­можности контакта с кровью и другими биоматериалами боль­ных СПИДом, которые могут обратиться к хирургу по поводу любого хирургического заболевания, в том числе и при необхо­димости оказания экстренной медицинской помощи. Возмож­но заражение ВИЧ-инфекцией при трансплантации органов и тканей, эндоскопических методах исследования.

В хирургических стационарах профилактика ВИЧ-инфек­ции включает:

• выявление вирусоносителей и больных СПИДом (обследо­ванию подлежат все больные, относящиеся к группе риска ВИЧ-инфекции, а также больные, подвергающиеся оператив­ному лечению и инвазивным методам диагностики);

• обследование медицинских работников хирургического стационара 2 раза в год на австралийский антиген, реакцию Вассермана и ВИЧ-антитела;

• строгое соблюдение техники безопасности медперсонала и способов профилактики профессионального заражения ВИЧ-инфекцией.

Каждый хирург должен помнить о СПИДе и фиксировать внимание на его маркерах, собирая анамнез и осматривая боль­ного при оказании экстренной хирургической помощи, так как сам больной может скрывать свою болезнь или не знать, что бо­лен. Поэтому при работе медицинский персонал должен руко­водствоваться общими правилами предосторожности, регла­ментируемыми Министерством здравоохранения Республики Беларусь (1987), «Основные положения профилактики профес­сионального заражения СПИДом».

При работе с биоматериалами и предметами, загрязненны­ми ими:

• не допускаются к работе сотрудники, имеющие поврежде­ния кожи;

• используются индивидуальные средства защиты: халат хи­рургического типа, резиновые перчатки, маска, очки, влагоне­проницаемые фартуки, нарукавники, бахилы или резиновые сапоги.

При попадании биоматериала на халат, одежду, обувь следует:

• загрязненное место обработать дезинфецирующим сред­ством (3—6% раствор водорода пероксида, 3% раствор хлорами­на, 1% водный раствор йодоната и т.д.);

• кожу над местом загрязнения протереть спиртом, обмыть водой с мылом, повторно обработать дезинфицирующим сред­ством;

• обувь протереть дважды ветошью, смоченной дезинфици­рующим средством.

При загрязнении кожи биоматериалом:

• обработать место загрязнения 3% раствором водорода пе­роксида, 3% раствором хлорамина, спиртом, спиртовым раство­ром хлоргексидина или другим дезинфицирующим средством;

• промыть место загрязнения водой с мылом или моющим средством, повторно обработать спиртом или 0,5% спиртовым раствором хлоргексидина.

При попадании биоматериала на слизистые оболочки:

• полости рта — прополоскать 70% раствором спирта или 0,05% раствором калия перманганата-,

• полости носа — закапать 30%раствор альбуцида или 0,05% раствор калия перманганата;

• глаза — промыть проточной водой, закапать повторно 30% раствор альбуцида.

При загрязнении биоматериалом в условиях повреждения кожи во время работы:

• снять перчатки;

• выдавить из раны кровь;

• обработать рану и окружающую кожу 70% раствором спирта или 5% настойкой йода, при уколах — 3% раствором во­дорода пероксида, 0,5% спиртовым раствором хлоргексидина', вымыть руки проточной водой с мылом, осушить стерильной салфеткой;

• обработать рану и кожу рук спиртом или спиртовым ра­створом хлоргексидина;

• заклеить рану пластырем;

• надеть напальчник;

• при необходимости продолжить работу, надев новые пер­чатки;

• составить акт о получении производственной травмы.

Хирургические инструменты, используемые во время опера­ции у ВИЧ-инфицированных, замачивают в 3% растворе хлор­амина на 60 мин или в 6% растворе водорода пероксида на 30 мин с последующей предстерилизационной обработкой.

Для профилактики инфицирования ВИЧ-инфекцией имеет весьма важное значение широкое применение шприцев, ин­струментов, систем для внутривенного вливания разового ис­пользования.

<< | >>
Источник: под ред. Г. П. Рычагова, П. В. Гарелика.. Общая хирургия. 2008

Еще по теме Асептика:

  1. Реферат. Асептика и антисептика в гинекологии, 2009
  2. II. АСЕПТИКА
  3. Асептика и антисептика
  4. С
  5. Асептика и антисептика при оказании первой помощи
  6. Антисептика и асептика
  7. Антисептика и асептика
  8. ЗАНЯТИЕ 12 Асептика и антисептика. Раны: виды ран, обследо­вание раненого, первая доврачебная помощь. Нагноение ран. Ос­трая и хроническая хирургическая инфекция. Специфическая ра­невая инфекция.
  9. Раны и их лечение
  10. Ходаков В.В., Ларионов Л.П., Ранцев М.А.. Асептика и антисептика в хирургии, 1994
  11. ПРОФІЛАКТИКА ХІРУРГІЧНОЇ ІНФЕКЦІЇ
  12. Глава 3 ПЕРВАЯ ПОМОЩЬ ПРИ РАНЕНИЯХ. АСЕПТИКА И АНТИСЕПТИКА
  13. Основные понятия об асептике и антисептике
  14. Асептика
  15. ЛЕКЦИЯ 4 АСЕПТИКА. АНТИСЕПТИКА (часть 1)
  16. Асептика
  17. ЛЕКЦИЯ 5 АСЕПТИКА. АНТИСЕПТИКА (часть 2)
  18. Глава 4 АСЕПТИКА И АНТИСЕПТИКА
  19. Этапы развития учения асептики и антисептики